Grkflower.ru

ГРК Флора
1 просмотров
Рейтинг статьи
1 звезда2 звезды3 звезды4 звезды5 звезд
Загрузка...

На искусственных питательных средах можно выращивать

Хромогенные питательные среды

История питательных сред имеет многовековой опыт. Начинается она с открытия Л. Пастера. В 1861 году он доказал, что брожение есть процесс, тесно связанный с жизнедеятельностью дрожжевых грибков, которые питаются и размножаются за счёт бродящей жидкости, т.е. положил начало культивированию в жидких средах.

В 1883 году Р. Кох разработал метод выделения чистых культур микробов путем посева на пластинки желатина. Другой состав плотной среды, который используется до сих пор, предложил в 1884 году немецкий микробиолог В. Хессе. Основным компонентом был агар-агар, который его жена использовала для приготовления фруктового желе.

Осталось только найти форму, в которую удобно заливать плотные среды, и наблюдать за ростом микробов. Такая форма в виде донышка, отрезанного от лабораторной бутыли, была предложена в 1887 году Ю. Петри и получила название — чашка Петри. Эти открытия положили основу для разработки, а затем промышленного выпуска и широкого практического использования жидких, полужидких и плотных питательных сред, которые, так же как и чашки Петри, до сих пор являются неотъемлемым атрибутом каждой микробиологической лаборатории.

В 1905 году бактериолог А. Мак-Конки разработал первую хромогенную среду. В ее состав входят селективные компоненты (нейтральный красный и соли желчных кислот), которые ингибируют рост грам-положительных микробов, и специфический субстрат – лактоза. Кишечные бактерии ферментируют лактозу, что приводит к понижению рН и изменению окраски рН-индикатора. В результате колонии сальмонелл, шигелл и колиформных бактерий имеют красный цвет и окружены мутной зоной преципитации желчных солей.

В настоящее время хромогенные питательные среды получают в мировой бактериологической практике все более широкое применение. Из основных производителей следует назвать Oxoid, Merck, bio Merieux, HiMedia, Fluka, Sifin, Biolife. Выпуск освоен и отечественными производителями: НПП «Питательные среды» (г. Махачкала), ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии (г. Оболенск), НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера (г. Санкт-Петербург) и др.

Физические характеристики питательной среды, субстрата

a) Аэрация. Наличие воздуха в питательной среде очень важно. Воздух напрямую влияет на обмен веществ и рост растения. Зазоры между частицами субстрата определяют, сколько воздуха и кислорода будет поступать к корням. Более того, хорошая циркуляция кислорода (O2) в этих зазорах жизненно необходима для устранения углекислого газа (CO2), который образуется при «дыхании» корней. Если уровень кислорода в питательной среде опускается ниже 2%, то рост корней замедляется (на поглощение корнями O2 и последующую выработку CO2 влияет температура питательной среды: при повышении температуры на 10°C скорость потребления O2 и выработки CO2 удваивается). Если анаэробные условия или недостаток кислорода сохраняются даже на короткий промежуток времени, это может привести к гибели части корневой системы и ухудшению общего состояния растения. Анаэробные условия имеют также косвенные эффекты, такие как выработка корнями токсичных веществ (этанола и этилена) и снижение количества серы и марганца (нехватка). Было выяснено, что объем, занимаемый воздухом, должен составлять не менее 40-50% общего объема субстрата, чтобы избежать описанных выше проблем. Однако согласно другим исследованиям необходимый объем воздуха после полива и дренирования может составлять примерно 20-25% от общего объема. Как показывает практика, проблемы с аэрацией возникают, например, когда поры и зазоры между частицами субстрата слишком малы, и вода надолго задерживается в них после орошения.

b) Водоудерживающая способность. Это количество воды, которую субстрат способен удерживать после дренирования. Количество воды должно быть таким, чтобы не возникал риск гниения, не блокировался доступ кислорода к корням, но в то же время не было недостатка во влаге. Водоудерживающая способность напрямую связана с пористостью субстрата (наличием макропор и микропор). Мы полагаем, что во избежание негативных последствий показатель водоудерживающей способности должен составлять примерно 35-50% от общего объема питательной среды.

c) Пористость. Этот показатель обозначает объем, не занятый минеральными или органическими частицами. Свободная пористость, которая интересует нас в первую очередь, представляет общий объем пор внутри питательного субстрата, освободившихся после дренажа воды. Свободная пористость должна составлять приблизительно 15-25% от общего объема после окончания дренирования, в этом случае для корней обеспечивается достаточный газообмен. С ростом корней пористость снижается.

Требование к питательным средам

Для культивирования микроорганизмов используют различные по составу питательные среды. Но все они должны соответствовать ряду общих требований:

  • содержать полный набор веществ необходимых для питания, выращиваемого микроорганизма, в легко усвояемой форме;
  • обладать оптимальной влажностью, вязкостью, кислотностью среды (pH);
  • быть изотоничными ( с осмотическим давлением равным осмотическому давлению внутри клетки);
  • по возможности – быть прозрачными [3][1] .

Основные компоненты любой питательной среды – источники азота и углерода. Их количественное отношение является определяющей характеристикой большинства сред [3] .

Автотрофные микробы требовательны к наличию углекислого газа, поскольку его концентрация в воздухе составляет только 0,03 %. Для обеспечения питательных сред углекислым газом вносят обычно карбонат кальция (СаСО3), иногда – гидрокарбонат натрия (NaHCO3), либо другие карбонаты. В некоторых случаях через среду продувают воздух, искусственно обогащенный углекислым газом до 1–5% [3] .

Гетеротрофные организмы успешно развиваются на средах, содержащих источники углерода в виде органических соединений. В зависимости от индивидуальных особенностей гетеротрофные микроорганизмы используют разнообразные органические соединения – спирты, органические кислоты, углеводы, углеводороды, ароматические соединения. Обычно в лабораторной практике в качестве источника углерода применяют глюкозу, поскольку именно это соединение углерода легче всего утилизируется микробами [3] .

Потребности в источниках азота удовлетворяются азотосодержащими соединениями, с разной степенью восстановленности азота. В основном, это соли аммония, вносимые в питательную среду в форме сульфатов и хлоридов. При использовании этих веществ необходимо учитывать их высокую физиологическую кислотность, влияющую на кислотность среды и развитие микроорганизмов. Кроме того, потребность в азоте удовлетворяется нитратами. Нитриты используются очень редко, поскольку токсичны для многих микроорганизмов [3] .

Не маловажными для построения веществ микробной клетки являются соединения фосфора, серы, калия, магния, кальция и других элементов, которые так же должны содержаться в питательной среде в доступной форме. Их потребность удовлетворяется за счет минеральных солей [3] .

Потребность в сере удовлетворяются сульфатами. В фосфоре – солями фосфорной кислоты. Все необходимые металлы и прочие элементы – в форме катионов или анионов неорганических солей. В частности, источник магния – сульфат магния (MgSO4), натрия – хлорид натрия или поваренная соль (NaCl), кальция – хлорид кальция (CaCl2) или карбонат кальция (CaCO3).

Для нормального развития микробов, в том числе бактерий, необходимы так называемые факторы роста (аминокислоты, азотистые основания, витамины, жирные кислоты, железоприны и многие другие соединения). Их добавляют в питательные среды в значительно меньшем количестве, чем макроэлементы [3] .

Потребность в нескольких аминокислотах удовлетворяют, добавляя гидролизат белка. Для его получения используют белки животного или растительного происхождения. В первом случае это мясо, рыба, желатин, казеин. Во втором – семена сои, подсолнечника, кукурузы. Источником аминокислот могут служить клетки микроорганизмов – дрожжи, водоросли, бактерии [3] .

Гидролиз проводится с использованием протеолитических ферментов, кипячением крепких щелочей или минеральных кислот. Некоторые натуральные вещества (дрожжевой или кукурузный экстракт) содержат несколько факторов роста (минеральные соли, витамины, аминокислоты) [3] .

Преимущества малообъемной технологии

Переход тепличных хозяйств на малообъемную технологию связан с ее очевидными преимуществами: пористость субстратов намного выше, чем в почве (в каменной вате, например, она доходит до 95-97%). Это сокращает энергетические затраты растений на преодоление сопротивления почвы, что обеспечивает дополнительную прибавку урожая. Капиллярные свойства субстрата, а также поддержание необходимого объема дренажа в процессе выращивания дают возможность кислороду беспрепятственно поступать к корням: содержание воздуха в корневой зоне может составлять 35-40%. За счет благоприятной аэрации и более точного регулирования влажности формируется меньшая масса корней, но с лучшими поглотительными свойствами. Малообъемная технология позволят лучше контролировать условия выращивания культур. В результате уменьшается расход воды, удобрений, пестицидов, а также снижаются трудозатраты.

Но используя малообъемную технологию, агроном должен тщательного соблюдать необходимые условия, регулярно контролировать среду обитания корней и быстро реагировать на потребности растений. Каждый вид субстрата имеет свои специфические свойства, преимущества и недостатки, которые нужно учитывать для эффективного управления ростом культур.

Субстраты делятся на две большие группы: неорганические (минеральная вата, стекловата, пемза, перлит, вермикулит, гравий, гранитный щебень, песок, керамзит, цеолиты, гидрогель) и органические (торф, кокос, опилки, древесная кора, рисовая шелуха).

Наиболее распространены торф, кокос и минеральная вата. Некоторые субстраты можно комбинировать, составляя из них смеси для получения необходимых свойств. Например, торф смешивают с перлитом для улучшения дренажных возможностей субстрата.

При выборе субстрата важно обращать внимание на его структуру и прочность, водно-физические, биологические и химические характеристики.

Свойства твердой фазы

Каменная, или минеральная вата – это расплавленные при высокой температуре (1400-17000 С) вулканические породы. По химический составу этот субстрат близок к почве, основным компонентом которой также является кремнезем (диоксид кремния). Кремнезем обладает высокой твердостью и прочностью. Соединения кремния играют роль минерального каркаса почвы, он входит в состав наиболее устойчивых к разрушению минералов. Добавление доломита позволяет получить более тонкое и длинное волокно, что положительно влияет на пористость, структуру и прочность субстрата. Так, например, толщина волокна субстрата SPELAND всего 3-5 мкм.

Торф и кокос – органические компоненты, которые могут со временем разлагаться и давать усадку. Прочность и необходимые водно-физические свойства кокосового субстрата сохраняются благодаря разному соотношению мелкой и крупной фракции. Чем мельче фракции кокоса, тем быстрее он усаживается и теряет механическую стабильность.

В минеральной вате прочность, механическая стабильность и долгосрочность использования обеспечиваются хаотичным расположением волокон: в кубиках оно вертикально-хаотичное для улучшения дренажных свойств, а в матах – горизонтально-хаотичное, за счет чего питательный раствор распределяется равномерно по всему объему субстрата.

Кроме того, благодаря легкости и пористости (95-97% порового пространства) каменная вата легче транспортируется, чем торф и кокос.

Водно-физические свойства складываются из трех составляющих: твердая (обеспечение прочности), жидкая (распределение питательного раствора) и газообразная (обеспечение корней достаточным количеством кислорода).

Распределение воды

Субстраты обладают разными водно-физическими свойствами. На влагоемкость кокоса влияет соотношение крупной и мелкой фракции – чем мельче фракция, тем субстрат более влагоемкий. При этом он быстрее усаживается, а преобладание крупной фракции делает субстрат более пористым и долговечным.

Читать еще:  Как выращивать баранов в домашних выгодно ли сколько нужно?

В минеральной вате содержится больше доступной воды, чем в торфе и кокосе. После стекания раствора в субстрате из каменной ваты остается около 80-85% питательного раствора, 10-15% объема занимает воздух и 3-5% составляют сами волокна.

Средние значения доступной влаги для минваты – 60-80%, для торфа и кокоса – 30-40%, содержание связанной воды в каменной вате составляет в среднем 4-7%, тогда как в торфе и кокосе – 30-40%.

В каменной вате легкодоступной для растений воды больше, чем в любом виде субстрата. Это означает, что при таком снижении влаги, когда на других субстратах уже наблюдается увядание растений, на минеральной вате они все еще способны поглощать воду. Но на минвате испарение воды из субстрата происходит более интенсивно, чем в других средах. Это связано с хорошими капиллярными свойствами каменной ваты, поэтому ее полив проводятся чаще. Торф – наиболее влагоемкий субстрат, и поливать его можно реже. Если в хозяйстве есть проблемы с системой полива, то лучше использовать торф. Перерыв в поливах, возможный на торфе, на каменной вате будет губительным.

Большое значение имеет градиент влажности субстрата: влага должна распределяться максимально равномерно по его высоте. Важно, чтобы каменная вата была пропитана сверху донизу, как губка, а внизу не происходило застоя влаги. Этого можно добиться благодаря выбору качественного субстрата, а также правильной стратегии полива. При поливе под действием силы тяжести питательный раствор постепенно опускается вниз. Избыток жидкости проходит через дренажные отверстия. В то время как свежий воздух втягивается в верхние слои мата, обеспечивая корневую систему новой порцией кислорода.

Поэтому при использовании субстратов из каменной ваты многое будет зависеть от стратегии поливов, которая является одним из основных рычагов управления развитием растений. Перед применением минеральной ваты надо убедиться, что поверхность пола теплицы выровнена, чтобы влага внутри матов распределялась равномерно.

Влагоемкие субстраты способствуют вегетативному росту растений и быстрому увеличению корневой системы. Более сухие субстраты обеспечивают генеративное развитие культур. Кокосовый субстрат в начале выращивания направляет растения вегетативно, поэтому он хорошо подходит для летнего оборота.

Аэрация субстрата

Плотность субстрата не должна быть слишком высокой. Чем она больше, тем ниже порозность и тем меньше у корней доступа к кислороду. При этом устойчивость субстрата к деформации будет выше. Плотность каменной ваты SPELAND подобрана в зависимости от требований культур: у матов SPELAND VEGA она составляет 72 кг/м3, кубиков SPELAND MID – 85 кг/м3, SPELAND FLORA – 85 кг/м3.

Чрезмерная плотность субстрата сдерживает образование новых корней, которые в основном и поглощают калий, кальций и магний. В процессе минерализации торф со временем уплотняется, что может привести к дефициту кислорода в корневой зоне. При недостатке кислорода снижается поглощение воды растениями, наблюдается отток калия, магния, фосфора и сульфатов из корня в питательный раствор. Кроме того, в анаэробных условиях накапливается нитрит-ион, который оказывает токсичное действие на корневую систему. Кокос более длительный срок сохраняет свою структуру по сравнению с торфом. А каменная вата дает минимальную усадку за счет равномерного распределения волокон.

Качественные характеристики органических субстратов могут различаться не только в зависимости от производителя, но и даже внутри одной партии. Далее рассмотрим биологические и химические свойства некоторых субстратов.

Биологические свойства

Органические субстраты являются благоприятной средой для развития микроорганизмов. В них изначально могут присутствовать патогены (например Pitium, Fusarium).

Каменная вата – практически стерильный субстрат, так как при изготовлении он подвергается действию высоких температур.

Минвата обладает высокой устойчивостью к патогенам. В то же время ее трудно заселить полезными микроорганизмами – для них там нет питания. Только через определенный период, когда у растений появляется корневая система, биопрепараты становятся оправданными, так как микроорганизмы смогут функционировать за счет корневых выделений и отмерших корней. Применение биопрепаратов необходимо начинать на этапе выращивания рассады, чтобы наполнить субстрат полезными микроорганизмами, которые будут сопротивляться патогенам.

Преимущество использования органических субстратов заключается в более простом способе утилизации. Утилизация минеральной ваты достаточно затратна.

При нагревании кокосового субстрата более 28ОС происходит разложение органического вещества, а снижение кислорода провоцирует активность анаэробных микроорганизмов. Из-за этого в корневую среду выделяются фенольные вещества, которые могут обжечь растения.

Химические свойства

В отличие от торфа минеральная вата инертна и не обладает буферностью, в результате чего ею легко управлять в процессе выращивания растений. Если торф и кокос в связи с высокой емкостью катионного обмена способны прощать ошибки агрохимиков, то каменная вата быстро откликается на изменение питательного раствора. А это требует четкого соблюдения технологии питания растений.

Перед посадкой кокос промывают от солей, используя повышенные дозы кальциевой селитры для насыщения поглощающего комплекса. В зависимости от характеристик торфа его подготовка может включать раскисление, иначе повышенная кислотность субстрата будет блокировать часть кальция и магния.

Минеральная вата не требует промывания, ее сразу насыщают питательным раствором. Субстраты с ограниченной катионной адсорбционной способностью не влияют на состав раствора, которым они наполняются в начале периода посева, и поэтому нет никаких оснований вносить в них удобрения заранее. В таких случаях состав питательного раствора, используемого для насыщения, соответствует тому составу субстратного раствора в корневой среде, который необходим в начале вегетационного периода.

Если поливная вода содержит много балластных веществ (натрий и хлор), то лучше использовать минеральную вату, так как ее легко промыть от токсичных элементов. В то время как емкость катионного обмена в кокосе будет задерживать данные ионы и препятствовать полноценному питанию.

В процессе минерализации органического вещества в торфе может накапливаться аммиачный и нитратный азот, что оказывает токсичное действие на корни растений.

В закрытых системах с рециркуляцией дренажного раствора применение кокоса и торфа недопустимо, так как мелкие частицы засоряют систему фильтрации. В странах с ограниченными водными ресурсами законодательство обязывает хозяйства пользоваться рециркуляцией дренажного раствора. Это позволяет снизить расход воды и удобрений на 25-30%, а по сравнению с выращиванием на торфе без рециркуляции раствора расход воды и удобрений снижается в 1,5-2 раза.

Таким образом, идеальный субстрат для малообъемной технологии выращивания растений должен быть легок в управлении, иметь большую порозность, низкую насыпную плотность, благоприятную аэрацию и высокую влагоудерживающую способность. Корни в таком субстрате свободно распределяются по всему объему, формируется сильная корневая система, обладающая высокой поглотительной способностью.

Так, например, каменная вата SPELAND легко управляема и процессы, происходящие в ней, более предсказуемые, чем в почве и органических субстратах. Это возможно благодаря небольшому объему, постоянству химического состава и природы минеральной части субстрата, а также отсутствию буферности, микроорганизмов и органического вещества. Она устойчива к высоким температурам и действию химических соединений. После пропарки и обеззараживания каменная вата не теряет своих свойств. В ней можно выращивать почти все овощи, кроме корнеплодов.

Каждый субстрат имеет свои преимущества и недостатки, производители овощей выбирают наиболее подходящий к конкретным условиям материал, и каменная вата с каждым годом занимает все большие площади тепличных хозяйств.

(Автор: агроном-консультант компании ТЕХНОНИКОЛЬ, кандидат с.-х. наук Александра Старцева).

Применение культуры тканей растений

Культура тканей растений широко используется в растениеводстве, лесоводстве и садоводстве. Приложения включают:

  • Коммерческое выращивание растений, используемых в качестве горшечных растений, ландшафта и цветоводства, при котором используются меристемы и культура побегов для получения большого количества идентичных особей.
  • Для сохранения редких или исчезающих видов растений.
  • Селекционер может использовать культуру ткани к клеткам экрана , а не для растений выгодных символов, например гербицидом сопротивления / толерантности.
  • Масштабный рост растительных клеток в жидкой культуре в биореакторах для производства ценных соединений, таких как вторичные метаболиты растительного происхождения и рекомбинантные белки, используемые в качестве биофармацевтических препаратов .
  • Скрещивать отдаленно родственные виды путем слияния протопластов и регенерации нового гибрида .
  • Быстро изучить молекулярные основы физиологических, биохимических и репродуктивных механизмов растений, например, отбор растений, устойчивых к стрессу, in vitro.
  • Для перекрестного опыления отдаленно родственных видов и затем культивирования тканей полученного эмбриона, который в противном случае обычно погиб бы (Спасение эмбрионов).
  • Для удвоения хромосом и индукции полиплоидии , например удвоенных гаплоидов, тетраплоидов и других форм полиплоидов . Обычно это достигается применением антимитотических средств, таких как колхицин или оризалин .
  • В качестве ткани для трансформации с последующим либо краткосрочным тестированием генетических конструкций, либо регенерацией трансгенных растений.
  • Определенные методы, такие как культивирование верхушек меристемы, могут использоваться для получения чистого растительного материала из зараженного материала, такого как сахарный тростник, картофель и многие виды мягких фруктов.
  • Может быть получено производство идентичных стерильных гибридных видов.
  • Крупномасштабное производство искусственных семян посредством соматического эмбриогенеза

К культуральным, или макроморфологическим, свойствам относятся характерные особенности роста мик­роорганизмов на плотных и жидких питательных средах. При изучении культуральных свойств дрожжей и дрожжеподобных грибов вполне применимы термины и опре­деления, используемые в бактериологии для характери­стики особенностей бактериального роста.

7.1. РОСТ НА ПЛОТНЫХ СРЕДАХ

На поверхности плотных питательных сред в зависимости от посева микроорганизмы могут расти в виде колонии, штриха или сплошного газона.

Колонией называют изолированное скопление клеток одного вида, выросшее в большин­стве случаев из одной клетки.

В зависимости от того, где развивались клетки (на по­верхности плотной питательной среды, в толще ее или на дне сосуда), различают поверхностные, глубинные и дон­ные колонии.

Образование поверхностных колоний – наиболее су­щественная особенность роста многих микроорганизмов, в том числе и дрожжей, на плотном субстрате (рис. 17–18). Такие колонии отличаются большим разнообразием.

Рис. 17

Форма колонии:

1 – круглая; 2 – круглая с фестончатым краен; 3 – круглая с валиком по краю; 4, 5 – ризоидные;
6 – с ризоидным краем; 7 – амебовидная; 8 – нитевидная; 9 – складчатая; 10 – неправильная;
11 – концентрическая; 12 – сложная.

Рис. 18

Профиль колонии:

1 – изогнутый; 2 – кратерообразный; 3 – бугристый; 4 – врастающий в суб­страт; 5 плоский;
6 – выпуклый; 7 – каплевидный; 8 – конусовидный.

При их описании учитывают следующие признаки:

  • форма – округлая, амебовидная, неправильная, ризоидная и т. д.;
  • размер (диаметр) – измеряют в миллиметрах; если размеры колонии не превышают 1 мм, то их называют точечными;
  • поверхность – гладкая, шероховатая, бороздчатая, складчатая, морщинистая, с концентрическими кру­гами или радиально исчерченная;
  • профиль – плоский, выпуклый, кратерообразный, ко­нусовидный и т. д.;
  • блеск и прозрачность – колония блестящая, матовая, тусклая, мучнистая, прозрач­ная;
  • цвет – бесцветная (грязно-белые колонии относят к бесцветным) или пигмен­тиро­ванная – белая, желтая, золотистая, оранжевая, сиреневая, красная, черная и т. д.; особо отмечают выделение пигмента в субстрат;
  • край – ровный, волнистый, зубчатый, бахромчатый ит. д.;
  • структура – однородная, мелко- или крупнозерни­стая, струйчатая и т. д.; край и структуру колонии оп­ределяют с помощью лупы или при малом увеличении микроскопа. Для этого чашку Петри помещают на сто­лик микроскопа крышкой вниз;
  • консистенция – определяется прикосновением к по­верхности колонии петлей; может легко сниматься с агара, быть плотной, мягкой или врастающей в агар, слизистой (прилипает к петле), тягучей, иметь вид пленки (снимается целиком), быть хрупкой (легко ло­мается при прикосновении петлей).
Читать еще:  Можно ли в домашних условиях выращивать гортензию?

Глубинные колонии, напротив, довольно однообраз­ны. Они по виду могут быть похожи на более или менее сплющенные чечевички, в проекции имеющие форму овалов с заостренными концами. Некоторые глубинные колонии напоминают пучки ваты с нитевидными вырос­тами в питательную среду. Образование глубинных ко­лоний часто сопровождается разрывом плотной среды, если микроорганизмы выделяют углекислоту или дру­гие газы.

Донные колонии разных микроорганизмов обычно име­ют вид тонких прозрачных пленок, стелющихся по дну.

Размеры и многие другие особенности колонии могут изменяться с возрастом и зависят от состава среды. По­этому при их описании указывают возраст культуры, со­став среды и температуру культивирования.

При оцисании роста микроорганизмов по штриху (см. рис. 19) отмечают следующие особенности: скудный, умеренный или обильный, сплошной с ровным или волни­стым краем, четковидный, напоминающий цепочки изо­лированных колоний, диффузный, перистый, древовидный или ризоидный. Характеризуют оптические свойства на­лета, его цвет, поверхность и консистенцию.

Рис. 19

Рост по штриху:

1 – сплошной с ров­ным краем; 2 – сплош­ной с волнистым кра­ем; 3 – четковидный; 4 – диффузный; 5 – перистый; 6 – ризоидный.

Определение культуральных признаков дрожжей при росте на плотных средах сводится к описанию штриха изо­лированной или гигантской колонии.

Культуры по консистенции бывают чаще всего пасто­образными, а также слизистыми, почти полностью сте­кающими на дно пробирки, вязкими и клейкими, плот­ными густыми, кожистыми или крошащимися.

Слизистым ростом характеризуются в основном Lipomyces, Cryptococcus и некоторые виды Hansenula со шляповидыыми спорами, тогда как для видов, образующих истинный и ложный мицелий, например Candida, более обычен рост в виде плотного складчатого штриха с вор­синчатым окаймлением. Край хорошо просматривается визуально при просвечивании пробирки или чашки, а также при наблюдении под малым увеличением микро­скопа.

Цвет штриха или колоний зависит от образования дрожжами некоторых пигментов. Наличие желтых, оран­жевых и красных пигментов, не проникающих в среду, характерно для Rhodotorula, Sporobolomyces и некоторых видов Cryptococcus. Образование кирпично-красного пиг­мента пульхерримина, диффундирующего в агар, специ­фично для Metschnikowia pulcherrima. Подавляющее боль­шинство видов дрожжей не синтезирует пигментов и фор­мирует колонии бесцветные или слегка кремового или коричневого оттенка при старении. Такого рода колонии характерны для дрожжей рода Saccharomyces.

Розоватая окраска штрихов у некоторых видов Han­senula и Pichia может быть связана с обильным спорообра­зованием, а колонии Nadsonia или Lipomyces становятся коричневыми вплоть до шоколадного цвета при образова­нии аскоспор. Появление меланиноподобного пигмента, от которого штрих приобретает цвет от темно-зеленого до угольно-черного, характерно для Phaeococcus и дрожжеподобных грибов рода Aureobasidium, которые на ранних стадиях роста могут давать неокрашенные штрихи, не от­личимые от других дрожжей.

Для получения стандартного штриха используют две среды: сусло-агар концентрацией 8–10% СВ и глюкозопептонный агар с дрожжевым экстрактом. Посев произ­водят прямым штрихом в пробирки со скошенным ага­ром, в чашки Петри или маленькие колбочки.

Рост описывают через 6–8 суток инкубации при 25–30°С, а в случае медленно­растущих культур через 8 суток делают первое описание, а затем через 6 недель просматривают и описывают культуры вторично. Длительное выращивание производят при комнатной температуре — 17–18°С.

Для получения гигантской колонии используют сусло с желатиной (20%) или морфологический агар. Среды стери­лизуют в маленьких колбочках и закашивают. Посев произ­водят легким уколом иглы в центр скошенной поверхности.

Для фотографирования посев лучше делать в чашках Петри с толстым слоем агара. Выращивают в течение 30 су­ток при комнатной температуре.

Для замедления высыхания агара колбочки сверху обвязывают полиэтиленовым колпачком, а чашки Петри заклеивают сбоку лентой или пластырем.

При описании отмечают диаметр колонии и все при­знаки, указанные для штриха. Кроме того, при необходи­мости, обращают внимание на разжижение желатины.

При использовании в диагностических целях культуральных признаков дрожжей следует учитывать, что раз­ные штаммы одного вида на плотных средах могут давать различные формы роста: шероховатые (R – rough) и глад­кие (S – smooth), матовые (М – mat) и блестящие глян­цевые (Q – glossy).

7.2. РОСТ В ЖИДКИХ СРЕДАХ

Рост микроорганизмов в жидких питательных средах более однообразен и сопровождается помутнением среды, образованием пленки или осадка. Характеризуя рост микроорганизмов в жидкой среде, отмечают:

  • степень помутнения слабая, умеренная или сильная;
  • особенности пленки тонкая, плотная или рыхлая, гладкая или складчатая, опускающаяся или подни­мающаяся по стенкам пробирки;
  • образование осадка скудный он или обильный, плот­ный, рыхлый, слизистый или хлопьевидный.

Нередко рост микроорганизмов сопровождается появ­лением запаха, пигментацией среды, выделением газа. Последнее обнаруживают по образованию пены, пузырь­ков, а также с помощью поплавков.

Для описания характера роста микроорганизмов в жид­ких средах их выращивают на среде, обеспечивающей хо­роший рост.

При росте в жидких средах дрожжи вызывают помут­нение, образуют осадок, кольцо или разного характера пленки. Рост в виде пленки характеризует способность клеток объединяться в мицелиальные структуры. При образовании истинного мицелия пленка обычно толстая и плотная, но в старых культурах она может превращать­ся в слизистую массу. Раннее, через 1–2 дня, образование тонкой тусклой, иногда мелкоморщинистой и всползаю­щей по стенкам пробирки пленки обычно наблюдается у дрожжей с окисли­тельным типом энергетического мета­болизма.

Рост дрожжей в жидких средах наблюдают и описы­вают при использовании соло­дового сусла концентрацией 10–15% СВ или в жидкой глюкозопептонной среде с дрож­жевым экстрактом. Посев делают в пробирки или колбоч­ки Эрленмейера и инкубируют 4 недели при комнатной температуре – 17–18°С.

Вакцина МФТИ: в чем инновация?

Поскольку у аденовирусных векторов есть существенные недостатки, ученые из МФТИ выбрали другие вирусы в качестве вектора — аденоассоциированные вирусы. Что любопытно, раньше никто в мире не использовал их в таком качестве.

Аденоассоциированные вирусы — мелкие ДНК-содержащие вирусы. Размер частиц 22-24 нм. Размножаются только в присутствии аденовирусов. Способны инфицировать клетки человека и некоторых других приматов. Аденоассоциированный вирус, по-видимому, не вызывает заболеваний у человека, поэтому провоцирует слабый иммунный ответ.

Один из плюсов аденоассоциированных вирусов — они давно и успешно используются в генной терапии. Сегодня зарегистрировано несколько лекарственных средств на их основе. Одно из самых нашумевших — Luxturna. Это первое генное лекарство, созданное для лечения наследственной слепоты, вызванной мутацией гена RPE65.

По аденоассоциированным вирусам также накоплена внушительная клиническая база. На сайте ClinicalTrials.gov можно увидеть, в каком количестве клинических экспериментов аденоассоциированные вирусы уже приняли участие. Это несколько сотен доклинических исследований и порядка 50 клинических экспериментов. Носитель хорошо охарактеризован и, что еще важнее, показана его безопасность. Все это делает аденоассоциированные вирусы весьма привлекательным кандидатом для создания вирусных векторов не только для генной терапии, но и для вакцин, уверены в Лаборатории геномной инженерии МФТИ.

Еще одной веской причиной создать вакцину на аденоассоциированном векторе стало то, что ученые из МФТИ уже давно придумывают, модифицируют и создают аденоассоциированные вирусы. На сегодняшний день в библиотеке МФТИ их более миллиона. Все они имеют разную специфичность и разные свойства. Что важно, к этим вирусам у человека не может быть иммунного ответа, который бы снизил эффективность вакцины. Поскольку все они созданы искусственно.

Павел Волчков:

«Мы с самого начала понимали, что сможем не только разработать вакцину, но и масштабировать ее производство. То есть произвести столько доз, сколько потребуется или столько, сколько захотим. В мире существует огромное количество аутсорсинговых компаний, которые по GMP сделают вам любое количество доз препарата.

Good Manufacturing Practice (GMP) — правила, которые устанавливают требования к организации производства и контроля качества лекарственных средств для медицинского и ветеринарного применения.

Поэтому с самого начала у нас было четкое понимание, что проблем с производством не будет. Как и проблем с лицензией на вирусный носитель. Это качественно отличает нашу лабораторию от многих других разработчиков вакцин в Российской Федерации. В современном мире все технологии так или иначе кому-то принадлежат, и аденовирусы, и прочие системы векторной доставки, аденоассоциированные в том числе. Живя по правилам свободного рынка, вы не можете просто взять и сделать вакцину на основе любого понравившегося вектора. Вы должны иметь разрешение от компании, которая обладает правами на технологию, либо владеет непосредственно интеллектуальной собственностью в области этого вектора. И тут у нас все хорошо — мы как раз владеем патентом по разработке аденоассоциированных вирусов. Нам не нужно просить ни у кого лицензию на производство данной вакцины, поскольку мы используем собственные же аденоассоциированные вирусы».

Вермикулит

Вермикулитом называют минерал из группы гидрослюд. Под воздействием высоких температур порядка 800-1000о материал приобретает слоистую структуру. Минералы, входящие в его состав — соединения кальция, магния, алюминия, железа, кремния, становятся доступны растениям и активно регулируют их рост.

Преимущества вермикулита

Этот субстрат имеет массу преимуществ:

  • поглощает влагу в объеме 400 %;
  • слоистая структура обеспечивает наличие пор, аэрированность и неслеживаемость материала;
  • растения в субстрате с добавлением вермикулита не поражаются болезнями и вредителями, хорошо переносят засуху, обеспечены макро-, мезо- и микроэлементами;
  • хорошо себя зарекомендовал для проращивания семян и укоренения черенков.

Вермикулит редко применяется для гидропоники в чистом виде, его добавляют для улучшения свойств других субстанций.

Недостатки вермикулита

В чистом виде использовать материал для гидропоники дорого.

Пересадка сеянцев

Проростки орхидеи могут самостоятельно развиваться в грунте спустя год после посадки семян. В колбу с сеянцем добавьте теплой воды, покачайте, аккуратно достаньте растение пинцетом. После этого юную орхидею можно пересадить.

Читать еще:  Как выращивать базилик в открытом грунте из семян?

Лучшие составы почвенной смеси для сеянцев:

  • мох сфагнум, папоротника корневища, кора сосновая 1:1:1, уголь – 10 таб./литр;
  • уголь, сфагнум, кора сосны 2:2:5;
  • уголь, нейтрализованный торф, кора сосновая, перегной 1:1:1:3.

Все компоненты заливают горячей водой, выдерживают 30 минут. Мох оставляют на день, чтобы погибли и всплыли насекомые. Затем дают стечь жидкости, все измельчают, готовят однородную смесь.

На дно ящика или горшка насыпьте дренажный материал – мелкий щебень, колотый кирпич, песок. Сверху поместите субстрат, сделайте углубления, осторожно перенесите сеянцы, расправляя корни.

На заметку: с момента посадки до первого цветения орхидей пройдет не менее 4-5 лет.

Как выращивают искусственные органы?

Искусственное выращивание органов может спасти миллионы человеческих жизней. Регулярно поступающие новости из сферы регенеративной медицины звучат обнадеживающе и многообещающе. Кажется, что уже не за горами тот день, когда биоинженерные ткани и органы будут так же доступны, как запчасти к автомобилям

Успехи регенеративной медицины

Методы терапии с использованием клеточных технологий уже многие годы успешно применяют во врачебной практике. Созданы и успешно используются искусственные органы и ткани, полученные с помощью методов клеточной терапии и тканевой инженерии. К практическим достижениям в области регенеративной биомедицины относится выращивание хрящевых тканей, мочевого пузыря, уретры, сердечных клапанов, трахеи, роговицы и кожи. Удалось вырастить искусственный зуб, пока только в организме крысы, но стоматологам стоит задуматься о кардинально новых подходах. Была разработана технология восстановления гортани после операции по ее удалению и уже выполнено много таких операций. Известны случаи успешной имплантации трахеи, выращенной на донорской матрице из клеток пациента. В течение многих лет осуществляют трансплантацию искусственной роговицы.

Уже налажено серийное производство биопринтеров, которые слой за слоем печатают живые ткани и органы заданной трехмерной формы

Самыми простыми для выращивания оказались хрящевая ткань и кожа. В деле выращивания костей и хрящей на матрицах достигнут большой прогресс. Следующий уровень по сложности занимают кровеносные сосуды. На третьем уровне оказались мочевой пузырь и матка. Но эта ступень уже пройдена в 2000–2005 гг., после успешного завершения ряда операций по трансплантации искусственного мочевого пузыря и уретры. Тканевые имплантаты вагины, выращенные в лаборатории из мышечных и эпителиальных клеток пациенток, не только успешно прижились, сформировав нервы и сосуды, но и нормально функционируют уже около 10 лет.

Самыми сложными органами для биомедицины остаются сердце и почки, которые имеют сложную иннервацию и систему кровеносных сосудов. До выращивания целой искусственной печени еще далеко, однако фрагменты ткани печени человека уже получены с помощью метода выращивания на матрице из биоразлагаемых полимеров. И хотя успехи очевидны, замена таких жизненно важных органов, как сердце или печень, их выращенными аналогами — все-таки дело будущего, хотя, возможно, и не очень далекого.

Матрицы для органов

Нетканые губчатые матрицы для органов делают из биоразрушаемых полимеров молочной и гликолевой кислот, полилактона и многих других веществ. Большие перспективы и у гелеобразных матриц, в которые, кроме питательных веществ, можно вводить факторы роста и другие индукторы дифференцировки клеток в виде трехмерной мозаики, соответствующей структуре будущего органа. А когда этот орган сформируется, гель бесследно рассасывается. Для создания каркаса также используют полидиметилсилоксан, который можно заселить клетками любой ткани.

Базовая технология выращивания органов, или тканевая инженерия, заключается в использовании эмбриональных стволовых клеток для получения специализированных тканей

Следующий шаг — это выстилание внутренней поверхности полимера незрелыми клетками, которые затем образуют стенки кровеносных сосудов. Далее другие клетки желаемой ткани по мере размножения будут замещать биоразлагаемую матрицу. Перспективным считается использование донорского каркаса, определяющего форму и структуру органа. В экспериментах сердце крысы помещали в специальный раствор, с помощью которого удаляли клетки мышечной сердечной ткани, оставив другие ткани нетронутыми. Очищенный каркас засеивали новыми клетками сердечной мышцы и помещали в среду, имитирующую условия в организме. Всего через четыре дня клетки размножились настолько, что начались сокращения новой ткани, а через восемь дней реконструированное сердце уже могло качать кровь. С помощью этого же метода на донорском каркасе была выращена новая печень, которую затем пересадили в организм крысы.

Базовая технология выращивания органов

Пожалуй, нет ни одной биологической ткани, к попыткам синтезирования которой не приступила бы современная наука. Базовая технология выращивания органов, или тканевая инженерия, заключается в использовании эмбриональных стволовых клеток для получения специализированных тканей. Эти клетки затем помещают внутрь структуры соединительной межклеточной ткани, состоящей преимущественно из белка коллагена.

Матрицу из коллагена можно получить путем очистки от клеток донорской биологической ткани или создать ее искусственным путем из биоразрушаемых полимеров либо специальной керамики, если речь идет о костях. В матрицу помимо клеток вводят питательные вещества и факторы роста, после чего клетки формируют целый орган или его фрагмент. В биореакторе удалось вырастить мышечную ткань с готовой кровеносной системой.

Самыми сложными органами для биомедицины остаются сердце и почки, которые имеют сложную иннервацию и систему кровеносных сосудов

Эмбриональные стволовые клетки человека индуцировали к дифференцировке в миобласты, фибробласты и клетки эндотелия. Прорастая вдоль микротрубочек матрицы, эндотелиальные клетки сформировали русла капилляров, вошли в контакт с фибробластами и заставили их переродиться в гладкомышечную ткань. Фибробласты выделили фактор роста сосудистого эндотелия, который способствовал дальнейшему развитию кровеносных сосудов. При пересадке мышам и крысам такие мышцы приживались намного лучше, чем участки ткани, состоящие из одних мышечных волокон.

Органоиды

Используя трехмерные клеточные культуры, удалось создать простую, но вполне функциональную печень человека. В совместной культуре эндотелиальных и мезенхимальных клеток при достижении определенного соотношения начинается их самоорганизация и образуются трехмерные шарообразные структуры, представляющие собой зачаток печени. Через 48 ч после трансплантации этих фрагментов в организм мышей устанавливаются связи с кровеносными сосудами и внедренные части способны выполнять характерные для печени функции. Проведены успешные эксперименты по имплантации крысе легкого, выращенного на очищенной от клеток донорской матрице.

Воздействуя на сигнальные пути индуцированных плюрипотентных стволовых клеток, удалось получить органоиды легких человека, состоящие из эпителиальных и мезенхимальных компартментов со структурными особенностями, характерными для легочных тканей. Биоинженерные зародыши подчелюстных слюнных желез, сконструированные in vitro, после трансплантации способны развиваться в зрелую железу путем формирования гроздьевидных отростков с мышечным эпителием и иннервацией.

Разработаны 3D-органоиды глазного яблока и сетчатки глаза с фоторецепторными клетками: палочками и колбочками. Из недифференцированных эмбриональных клеток лягушки вырастили глазное яблоко и вживили его в глазную полость головастика. Через неделю после операции симптомы отторжения отсутствовали, и анализ показал, что новый глаз полностью интегрировался в нервную систему и способен передавать нервные импульсы.

А в 2000 г. опубликованы данные о создании глазных яблок, выращенных из недифференцированных эмбриональных клеток. Выращивание нервной ткани наиболее сложно из-за многообразия типов составляющих ее клеток и их сложной пространственной организации. Однако на сегодня существует успешный опыт выращивания аденогипофиза мыши из скопления стволовых клеток. Создана трехмерная культура органоидов клеток головного мозга, полученных из плюрипотентных стволовых клеток.

Читайте также: Создан материал для 3D печати искусственных костей

Напечатанные органы

Уже налажено серийное производство биопринтеров, которые слой за слоем печатают живые ткани и органы заданной трехмерной формы. Принтер способен с высокой скоростью наносить живые клетки на любую подходящую подложку, в качестве которой используют термообратимый гель. При температуре ниже 20 °С он представляет собой жидкость, а при нагреве выше 32 °С затвердевает. Причем печать осуществляется «из материала заказчика», то есть из растворов живых клеточных культур, выращенных из клеток пациента. Клетки, напыляемые принтером, через некоторое время сами срастаются. Тончайшие слои геля придают конструкции прочность, а затем гель можно легко удалить с помощью воды. Однако чтобы таким способом можно было сформировать функционирующий орган, содержащий клетки нескольких типов, необходимо преодолеть ряд сложностей. Механизм контроля, за счет которого делящиеся клетки формируют правильные структуры, еще не понятен до конца. Однако представляется, что несмотря на сложность этих задач, они все же решаемы и у нас есть все основания верить в стремительное развитие медицины нового типа.

Биобезопасность применения плюрипотентных клеток

От регенеративной медицины ждут очень многого и вместе с тем развитие этого направления порождает множество морально-этических, медицинских и нормативно-правовых вопросов. Очень важной проблемой является биобезопасность применения плюрипотентных стволовых клеток. Уже научились перепрограммировать клетки крови и кожи c помощью факторов транскрипции в индуцированные стволовые плюрипотентные клетки. Полученные культуры стволовых клеток пациента в дальнейшем могут развиваться в нейроны, ткани кожных покровов, клетки крови и печени. Следует помнить, что во взрослом здоровом организме плюрипотентных клеток нет, но они могут спонтанно возникать при саркоме и тератокарциноме. Соответственно, если ввести в организм плюрипотентные клетки или клетки с индуцированной плюрипотентностью, то они могут спровоцировать развитие злокачественных опухолей. Поэтому необходима полная уверенность в том, что в трансплантируемом пациенту биоматериале таких клеток не содержится. Сейчас разрабатываются технологии, позволяющие прямо получить клетки тканей определенного типа, минуя состояние плюрипотентности.

В XXI в. с развитием новых технологий медицина обязана перейти на качественно новый уровень, который позволит своевременно «отремонтировать» организм, пораженный тяжелой болезнью или возрастными изменениями. Хочется верить, что совсем скоро выращивать органы прямо в операционной из клеток пациента будет так же просто, как цветы в оранжереях. Надежду подкрепляет то, что технологии выращивания тканей уже работают в медицине и спасают жизни людей.

Утилизация материалов

По окончанию эксперимента, необходимо правильно избавиться от выращенных микроорганизмов:

  • Для своей защиты нужно надеть перчатки и, по возможности, маску;
  • Чашки Петри залить раствором хлора и не трогать несколько минут;
  • Вылить содержимое, промытьчашкиисложивихвполиэтиленовыйпакет, выкинуть в мусорное ведро.

Никогда нельзя забывать, что самостоятельно выращивать микроорганизмы нужно крайне осторожно. Ни в коем случае, нельзя задействовать какие-либо биологические жидкости, такие как слюна и тому подобные. Так как это может вызвать серьезные последствия для здоровья.

голоса
Рейтинг статьи
Ссылка на основную публикацию
ВсеИнструменты
Adblock
detector